Chromosomalny zespół ryb: znaczenie i struktura (z wykresem)

W tym artykule omówimy znaczenie i strukturę chromosomalnego pasma ryb.

Znaczenie Chromosomal Band:

Pasmo definiuje się jako część chromosomu, która wyraźnie odróżniała się od sąsiedniego segmentu przez pojawienie się jasnych (jasnych) i ciemnych pasów lub pasm, które pojawiają się wzdłuż jego długości po zabarwieniu za pomocą specyficznych barwników.

Wybarwione chromosomy po wizualizacji pod mikroskopem pokazują ciągłą serię jasnych i ciemnych pasm (lub fluorescencyjnych względem niefluorescencyjnych). Co ważne, każdy chromosom wyświetla unikalny wzór pasmowy, analogiczny do "kodu kreskowego", co pozwala na niezawodne odróżnienie go od innych chromosomów o tym samym rozmiarze i położeniu centromerowym (rys. 36.1).

Przyczyny wielu chorób u ludzi można obecnie zidentyfikować na podstawie genetyki molekularnej. Zespół Wolfa Parkinsona wywoływany jest z powodu mutacji w 7q3, co oznacza, że ​​defekt jest spowodowany chromosomem 7 i ramieniem q w paśmie trzecim (ryc. 36.2).

Struktura zespołu chromosomów:

Aby zrozumieć, jakie reprezentują prążki chromosomowe, niezbędne jest poznanie struktury chromosomu. Chromosomy eukariotyczne składają się z chromatyny, kombinacji jądrowego DNA i białek. Istnieją dwie odmiany chromatyny, jedna znana jest jako heterochromatyna, a inna nazywa się euchromatyną.

Można je rozróżnić na segmenty, heterochromatynę, ciemne plamy, a inne euchromatynę, która przyjmuje jaśniejsze zabarwienie. Heterochromatyna zlokalizowana jest na obrzeżach jądra (ryc. 36, 3).

Uważa się, że heterochromatyna spełnia kilka funkcji, od regulacji genów po ochronę integralności chromosomu. Konstytucyjna heterochromatyna występuje wokół centromeru chromosomu i blisko telomerów.

Wszystkie komórki danego gatunku zapakują ten sam region DNA w konstytutywną heterochromatynę, a we wszystkich komórkach jakiekolwiek geny zawarte w konstytutywnej heterochromatynie będą słabo wyrażane.

Fakultatywna heterochromatyna nie będzie spójna w obrębie komórek danego gatunku, a zatem sekwencje w jednej komórce, która jest zapakowana w fakultatywną heterochromatynę (a geny w słabo wyrażonej ekspresji) mogą być pakowane w euchromatynę w inną komórkę (i geny nie ulegają już wyciszeniu) . W związku z tym powstawanie fakultatywnej heterochromatyny jest regulowane i często wiąże się z morfogenezą lub różnicowaniem.

Dwa typy białek to histony i białka niehistonowe. Histony to białka bogate w dodatnio naładowane aminokwasy, lizynę i argininę. Z tego powodu ściśle wiążą się z ujemnie naładowanymi fosforanami w DNA. Niehistonowe białka to głównie czynniki transkrypcyjne, które regulują tę część DNA, która ulega transkrypcji do RNA.

Techniki opasujące dzielą się na dwie grupy:

1. GQ i R-pasma, te pasma są rozmieszczone wzdłuż całego chromosomu.

2. Pasma C (pasma centromeryczne) i NOR (regiony organizmu jąderkowego). Są one używane do barwienia ograniczających ilości konkretnych pasm lub struktur. Metody pasm C nie pozwalają na identyfikację każdego chromosomu w dopełniaczu komórek somatycznych, ale mogą być stosowane do identyfikacji konkretnych chromosomów.

G Banding:

Pasma G otrzymuje się przez barwienie Giemsa (stąd zwane pasma G) po strawieniu chromosomów trypsyną lub roztworem soli fizjologicznej. Trypsyna wykazała wyraźny wzór prążkowania w prawie wszystkich chromosomach dopełniacza. W paśmie G ciemny obszar zawiera heterochromatynę, która ulega późnej replikacji i jest bogata w adeninę i tyminę (AT).

Centromery w przeważającej części były słabo zabarwione. Oznacza to, że były one negatywne dla pasma G, pokazując, że te regiony są wrażliwe na proteolityczne działanie trypsyny, podczas gdy większość telomerów, które są heterochromatyczne, wykazywały silne wybarwienie, a zatem nie były trawione przez trypsynę. Mikro-chromosomu B nie można było zwizualizować w preparatach z grupy G.

W rybach I. labrosus, opasywanie G było widoczne w prawie wszystkich diploidalnych liczbach 56 chromosomów, jak zauważyli de Carvalhoc i Dias (2005). Jednak centromery wykazują ujemne pasmo G.

W badaniu z rodziny Pimelodiade Swarca i wsp. (2005) wykorzystali pasmo G w preparatach chromosomowych Steindachneridion scripta i Pseudoplatystoms corruscans i odkryli wzór podłużnego chromosomalnego różnicowania u trzech gatunków.

Gdy zastosowana została endonukleaza restrykcyjna, BamHI, wykazała obecność nadliczbowego mikro-chromosomu (chromosom B), zarówno o zmienności międzyosobniczej, jak i wewnątrzosobniczej. de Carvalho i Dias (2005) donoszą, że telomery pozostały nienaruszone, podczas gdy niektóre centromery były słabo trawione.

Chromosom B również nie został strawiony przez ten enzym. Pierwsza para chromosomów wykazała wzorzec podłużnych pasm, zarówno z pasmami G, jak i BamHI, co było bardziej widoczne z pasmami G. Ten wzór prążkowania można uznać za marker chromosomalny dla tej populacji I. labrosus.

Autorzy ci opisali także występowanie pasma C w heterochromatynie regionów telomerycznych w większości chromosomów I. labrosus z Capivara Reservoir w dwóch lokalizacjach, kilka chromosomów wykazało dodatnie centromery w paśmie C. Gdy obecny, nadliczbowy lub mikroochromowy B wydawał się całkowicie heterochromatyczny.

Pasma G zaobserwowano również w indyjskich rybach, takich jak Channa punctatus, Colisa fascieatus, Mystus tengara, Puntius sophore i Labeo rohita. Lakra i Krishna (1994) opisali kariotypy z pasmami G w dużych karpiach indyjskich. Sharma i Sharma (1998) również opisali pasma G w chromosomach dużej liczby ryb indyjskich.

Jeśli chodzi o rozkład heterochromatyny w innych populacjach I. labrosus, wykazano, że każda populacja ma charakterystyczny wzór Summer (1977) odkrył dużą ilość heterochromatyny w śródmiąższowych i końcowych regionach w populacji I. labrosus ze zbiornika Jurumirim.

Z drugiej strony, Swarco i in., (2005) odkryli centromerową i telomeryczną heterochromatynę w populacji z rzeki Mogi-Guacu (SP) i praktycznie Abe i Muramoto (1975) zaobserwowali, że heterochromatyna jest dystrybuowana głównie w regionach telomerycznych od Rzeka Tibagi (TR). Zasugerowali, że te chromosomy są używane jako marker dla tej populacji.

Pasma R są w przybliżeniu odwrotnością pasm G (R oznacza "reverse"). Ciemny region jest euchromatyczny i gdzie jasne regiony są heterochromatyną. R-banding jest otrzymywany przez ciepło i użycie Giemsa lub fluorescencji. Pasma G-R Florescence są fotograficznymi negatywami wersji jasnych pól, tj. Odwrotnością pasma G i pasma R jasnego pola.

C Banding:

Pasma C dokonuje się przez oczyszczanie kwasem, denaturację prowadzi się przez zasadę i ekstrakcję nieheterochromatycznego DNA w gorących roztworach soli, jak stwierdzono przez Coming (1978), a następnie wybarwiono barwnikiem Giesma. Wybarwia obszary konstytutywnej heterochromatyny, która jest ciasno upakowana i zawiera powtarzalne DNA.

Regiony pasm C zostały udokumentowane w regionach telomerowych większości chromosomów suma, Iherigichthys labrosus, pobranych z Capivara Reservoir. Wzór C-band w niektórych chromosomach został uzyskany przez Alul (endonukleaza), która identyfikuje i rozszczepia specyficzną dla DNA sekwencję AG / CT.

Swarca (2005) uzyskał również wzory pasmowania podobne do pasm C z Alulem w Pinirampus pirinampu i Pimelodus maculatus, podobnie jak Swarca (2005) w Steindochneridion sp i S. scripta. W indyjskich rybach Rishi i Rishi (1992) otrzymali pasma C w Labeo rohita, podczas gdy Sharma i Sharma (1998) nagrywali pasma C w Mastacembelus pancalus, Ompak bimaculata, Channa gachua, Schziothorax richardsoni itp.

Pasmo Q:

W tej technice chromosomy są wybarwione fluorescencyjnym barwnikiem chinakrynowym, a chromosomy wykazują intensywne pasma Q fluorescencji (chinakrynę). Te prążki są bogate w adeninę i tyminę (AT). Pod wpływem światła ultrafioletowego wykazują intensywną fluorescencję.

NOR srebrzyste barwienie:

Ta procedura pomaga w identyfikacji genów dla rybosomalnego RNA w poprzednim cyklu komórkowym. Pasmowanie NOR przeprowadza się za pomocą barwienia srebrem za pomocą fluorochromu chromomycyny A3 (CMA) rozróżniającego miejsca chromosomów rybosomalnego RNA 18s. Region jest bogaty w guaninę i cytozynę (CG). Jeśli wybarwia się mitrasycyną, widocznie wybarwia DNA. Badano go w około 200 gatunkach ryb.

W Cyprinus carpio zauważono jedną parę NOR, podczas gdy śródmiąższowe NOR odnotowano w Channa punctatus przez Rishi (1972). Ostatnio Swarca (2005) zaobserwował wtórne skurcze na krótkim ramieniu pierwszej pary akrocentrów, które okazały się związane z regionem organizatora molekularnego w Zungaro zungaro (Pisces, Pimelodidae).

Ograniczanie pasm endonukleazy i fluorescencji in situ Hybrydyzacja jest techniką cytogenetyki molekularnej, która ma być szeroko stosowana w badaniach chromosomów ryb.