Jak wykonać barwienie kapsułek u bakterii

Celuj w barwienie kapsułek bakterii, obserwuj kapsułki bakteryjne.

Cel, powód:

W niektórych bakteriach ścianka komórki jest otoczona lepką otoczką komórkową zwaną "kapsułką". Wykonany jest z polisacharydu, glikoproteiny lub polipeptydu.

Gdy kapsułka jest zbyt cienka, aby można ją było obserwować pod mikroskopem świetlnym, nazywa się ją "mikrokapsułką", a gdy jest tak gruba, że wiele komórek jest osadzonych w macierzy otoczkowej; nazywa się "szlamem".

Na podstawie obecności lub braku kapsułki, bakterie są w dwojakim rodzaju:

(1) Capsulated Bacteria:

Bakteria, która ma kapsułkę, jest kapsułkowaną bakterią.

(2) Niekapsułkowane bakterie:

Bakteria, która nie posiada kapsułki, jest bakterią bez kapsułek

Celem barwienia kapsułek jest obserwowanie kapsułki bakteryjnej poprzez odróżnianie materiału otoczkowego od komórki bakteryjnej.

Zasada:

W barwieniu kapsułek w centrum slajdu powstaje rozmaz bakterii. Nie jest on utrwalany na gorąco, ponieważ skurcz komórek wywołany ogrzewaniem może wytworzyć przejrzystą strefę wokół komórki, którą można pomylić z kapsułką.

Ponadto, ponieważ materiał otoczkowy jest rozpuszczalny w wodzie i można go wymyć intensywnym praniem, tylko dwa odczynniki stosuje się w barwieniu bez żadnego pośredniego przemywania wodą. Jednym z dwóch odczynników jest pierwotny barwnik, fiolet krystaliczny. Dodaje ciemnopurpurowo-niebieski kolor zarówno do komórki, jak i do kapsułki.

Jednak jest ona "wchłaniana" w komórce z powodu jonowej natury składników komórkowych, podczas gdy po prostu "przylega" do kapsułki, z powodu niejonowego charakteru materiału otoczkowego. Aby zapobiec przesuwaniu się materiału torebkowego, rozmaz nie jest myta wodą.

Drugi odczynnik, siarczan miedzi działa zarówno jako środek odbarwiający, jak i przeciw plamieniu. Odbarwia się, usuwając nadmiar fioletu krystalicznego z komórek oraz krystaliczny fiolet przylegający do kapsułki. Przeciwdziała także kapsułce i nadaje jej jasnoniebieski kolor. Kapsułka teraz wydaje się jasnoniebieska, podczas gdy komórka wydaje się ciemnofioletowo-niebieska.

Wymagane materiały:

Slajd, pętla, olej immersyjny, mikroskop, barwnik fioletu krystalicznego, roztwór siarczanu miedzi (20%).

Procedura:

1. Slajd jest prawidłowo czyszczony pod bieżącą wodą, tak aby woda nie pozostała jak krople na jego powierzchni (rysunek 5.14).

2. Przylegającą wodę ściera się papierem z bibuły i suszy się na powietrzu.

3. Smużę bakterii przygotowuje się w środku szkiełka na dwie metody w następujący sposób.

(za) Jeśli obserwuje się bakterie wyhodowane na płytce agarowej lub na skosie agarowym, kroplę wody umieszcza się pośrodku szkiełka i pętlę bakterii z płytki lub skosu przenosi się do niej za pomocą pętli wysterylizowanej nad płomieniem. Następnie, przez powolne obracanie się pętli w kropli, wytwarza się zawiesinę bakteryjną i rozprzestrzenia się aż do uzyskania rozmazu.

(b) Jeśli obserwuje się bakterie wyhodowane w ciekłym bulionie, kroplę zawiesiny bakterii umieszcza się bezpośrednio pośrodku szkiełka za pomocą sterylizowanej płomieniowo pętli i rozmazuje się przez rozprowadzanie.

4. Rozmaz suszy się powietrzem. Utrata ciepła nie następuje, ponieważ powstały skurcz komórek może wytworzyć przejrzystą strefę wokół bakterii, którą można pomylić z kapsułką.

5. Rozmaz zalewa się pierwotnym barwnikiem, fioletem krystalicznym, przez 5-7 minut.

6. Rozmaz jest przemywany 20% roztworem siarczanu miedzi. Aby zapobiec przesuwaniu się materiału torebkowego, rozmaz nie jest myta wodą.

7. Slajd wysuszyć na bibułę za pomocą papieru bibułowego.

8. Slajd jest przytwierdzony do stolika mikroskopu, a rozmaz obserwowany przy niskiej mocy i wysokich suchych celach.

9. Na mazak nakłada się kroplę oleju immersyjnego.

10. Smużę obserwuje się pod obiektywnym zanurzeniem w oleju.